• 快速：从样品到 DNA 扩增只需 30 秒。

• 单一清洗步骤：快速去除 PCR 污染物 

• 有效：使用干净的基因组 DNA 获得良好的产量

• 免设备：无需柱、移液器或离心机 

• 简单的工作流程：gDNA 提取的三步法

核酸纯化用于 PCR、实时定量 PCR (qPCR) 和等温 DNA 扩增方法环介导 DNA 扩增 (LAMP) 和重组酶聚合酶扩增 (RPA)。

推荐使用方式

将 100 μL 提取缓冲液移至 1.5 mL 管中。将 1-2 mm ³样品添加到管中。

用小塑料杵研磨样品，并用额外的 400 μL 提取缓冲液稀释样品。将量油尺在提取物中上下浸 3 次，然后在 1 mL 洗涤缓冲液中浸 5 次。丢弃洗涤缓冲液。按照以下步骤保留试纸以释放 DNA。

将试纸浸入 20–50 µl PCR 反应混合物中 3–15 次（总共约 10 秒）以释放 DNA。 

或者，为了储存 DNA 样本，请将量油尺浸入一管 TE 缓冲液中。如果需要，也可以使用分子级水来储存。

局限性

与使用酶或有毒化学品的DNA 提取和固相核酸提取纯化方法不同，试纸纯化方法提取的 DNA 产量较低，并且不会显着浓缩。这意味着该方法适合基于 PCR 的应用，而不适合限制性酶消化或 PCR 扩增子清理等方法。

由于试纸的捕获体积较小，该方法不适合纯化大量核酸，这意味着它不适合需要大量DNA的基因组测序等方法。对于同一样品的多次 PCR，每次 PCR 都需要单独的试纸。

故障排除

使用过多材料引起的 PCR 抑制是使用该技术失败的最常见原因，其次是使用不足的材料（或含有降解 DNA 的材料）。

如果 PCR 失败，测试每单位质量样品材料的一系列不同比例的提取缓冲液是有用的，以确保样品在每种情况下都可以研磨充分。这可以通过随后在提取缓冲液中稀释粗提取物来从最初失败的提取物中完成。

修改

对于极小的样品（肉眼可见的斑点，甚至在不放大的情况下看不见的样品），只需 50 µL 的提取缓冲液即可用于改善浸渍并避免粗提物的过度稀释。

对于较大的样品，或者预期 DNA 降解或 PCR 抑制剂水平较高的样品，也可以使用增加提取缓冲液的量来提高成功率。

额外的试纸可用于提取、洗涤更多 DNA，并将更多 DNA 从粗提物转移到 PCR 混合物中。然而，由于洗涤缓冲液残留，每个额外的试纸可能会稍微稀释 PCR 混合物，并且可能需要相应地调整 PCR 混合物。

成分

提取缓冲液（20 mM Tris-HCl、25 mM NaCl、2.5 mM EDTA、0.05% SDS、2% PVP-40、pH 8）

洗涤缓冲液（10 mM Tris-HCl，pH 8）

DNA 试纸条（滤纸、蜡）

储存与稳定性

在室温 (18–25 °C) 下保存最多 1 年。如需长期储存，请在 4 ℃ 下储存或在 –20 ℃ 下冷冻。

如果提取缓冲液被冷冻，则应将其在盛有热水（例如刚煮沸的水）的容器中加热，以重新溶解任何沉淀的洗涤剂。

运输条件

在室温下运输。